一．原理

帶電荷的物質在電場中的趨向運動稱為電泳。其中，凝膠電泳 由于其操作簡便、快速、靈敏等優點，使它成為分離、鑒定和提純核酸的首-選標準方法。與蛋白質分子類似，核酸分子也是兩性解離分子。在pH3.5時，堿基上的氨基基團解離，而三個磷酸基團中只有第一個磷酸解離，整個分子帶正電荷，在電場中向負極泳動；在pH值為8.0-8.3時，堿基幾乎不解離，磷酸全部解離，核酸分子帶負電荷，向正極移動。不同大小和構象的核酸分子的電荷密度大致相同，在自由泳動時，各核酸分子的遷移率區別很小，難以分開。所以采用適應濃度的凝膠介質作為電泳支持物，發揮分子篩的功能，使不同分子大小和構象不同的核酸分子泳動率出現較大差異，達到分離的目的。

1）影響泳動的四大因素：

① 影響泳動的首要因素是電泳樣品的物理性質：包括電荷多少、分子 大小、顆粒形狀和空間結構。一般來說顆粒帶電荷的密度愈大，泳動速率愈快；顆粒物理形狀愈大，與支持物的摩擦力越大，泳動速率越小。即泳動率與顆粒的分子大小、介質粘度成反比；與顆粒所帶電荷成正比。

② 支持物介質：DNA的凝膠電泳常使用兩種支持材料：瓊脂 糖和聚丙烯酰胺凝膠。通過這兩種介質的濃度變化調整所形成凝膠的分子篩網孔大小，分離不同分子量的核酸片斷。瓊脂糖的孔徑大，可以分離長度為100bp至60kb的核酸片斷；聚丙烯酰胺凝膠的孔徑小，可分離小片斷（5-50bp）的核酸。

③ 電場強度：電泳場兩極間單位支持物長度的電壓降即為電場強度或電壓梯度。電場強度愈大，帶電顆粒的泳動率愈快，但凝膠的有效分離范圍隨電壓的增大而減小。在低電壓時，線性DNA分子的泳動率與電壓成正比。一般凝膠電泳的電場強度不超過5V/cm。

④ 緩沖液離子強度：緩沖液是電泳場中的導體，它的種類、pH值、離子濃度直接影響電泳的效率。Tris·Cl緩沖體系中，由于Cl-的泳動速度比樣品分子快得多，易引起帶型不均一現象，所以常用TAE、TBE、TPE三種緩沖體系。緩沖液的pH值直接影響DNA解離程度和電荷密度，緩沖液pH值與核酸樣品的等電點相距越遠，樣品所攜帶電荷量越多，泳動速度越快。核酸電泳緩沖液，常采用偏堿性或中性條件，使核酸分子帶負電荷，向正極泳動。緩沖液的離子強度與樣品泳動速度呈反比，電泳的最適離子強度一般在0.02-0.2之間。

2）指示劑

電泳過程中，常使用一種由顏色的標記物以指示樣品的遷移過程。核酸電泳常用的指示劑有兩種：溴酚蘭——成藍紫色；二甲苯青——成藍色。溴酚蘭的分子量為670Da，在不同濃度凝膠中，遷移速度基本相同，它的分子篩效應小，近似于自由電泳，故普遍用作指示劑。二甲苯青的分子量為554.6Da，攜帶的電荷量比溴酚蘭少，在凝膠中遷移率比溴酚蘭慢，常用于聚丙烯酰胺凝膠電泳，也有溴酚蘭和二甲苯青混合應用。指示劑一般加在上樣緩沖液中，為了使樣品能沉入膠孔，還要加入適量的蔗糖、聚蔗糖400或甘油以增加比重。

3）染色劑

核酸經過染色才能顯示帶型，最-常用的是溴化乙錠染色法。溴化乙錠(EB)是一種熒光染料，這種扁平分子可以嵌入核酸雙鏈的配對的堿基之間，在紫外線激發下，發出紅色熒光。激發熒光的能量來源于兩個方面，一是核酸吸收波長為260nm的紫外線后能將能量傳送給溴化乙錠，二是結合在DNA分子中的EB本身，主要吸收波長為300nm和360nm的紫外線的能量，來源于這兩方面的能量，最終激發EB發射出波長為590nm的可見光譜紅橙區的紅色熒光。EB-DNA復合物中的EB發出的熒光，比游離的凝膠中的EB本身發出的熒光強大10倍，因此不需要洗凈背景就能清楚地觀察到核酸的電泳帶型。通常，在凝膠中加入終濃度為0.5μg/ml的EB，可以在電泳過程中隨時觀察核酸的遷移情況，這種方法使用于一般性的核酸檢測。

由于EB見光易分解，故應存棕色瓶中于4℃條件下保存。單鏈DNA、RNA分子常存在自身配對的雙鏈區，也可以嵌入EB分子，但嵌入量少，因而，熒光較低，其最低檢測量為0.1μg。

二．材料與方法

1 材料

RNA樣品

2 儀器、用具

電泳儀、電泳槽、凝膠樣品梳、微波爐、移液器等

3 試劑

(1) 1×TAE 電泳緩沖液

(2) 溴化乙錠溶液（EB）